實驗動物標本采集方法
一、血液的采集
常用的采血方法有割（剪）尾采血、眼眶靜脈叢采血、斷頭采血、心臟采血、頸靜脈（動脈）采血、股動脈（靜脈）采血、耳靜脈采血、前肢頭靜脈才學、后肢小靜脈采血等。
二、尿液的采集
實驗動物的尿液常用代謝籠采集，也可通過其他裝置來采集。
（一）用代謝籠采集尿液
代謝籠用于收集實驗動物自然排出的尿液，是一種特別設計的為采集實驗動物各種排泄物的密封式飼養(yǎng)籠，有的代謝籠除可收集尿液外，又可收集糞便和動物呼出的CO2。一般簡單的代謝籠主要用來收集尿液。防在代謝籠內飼養(yǎng)的實驗動物，可通過其特殊裝置收集尿液。
（二）導尿法收集尿液
施行導尿術，較適宜于犬、猴等大動物。一般不需要麻醉，導尿時將實驗動物仰臥固定，用甘油潤滑導尿管。對雄性動物，操作員用一只手握住陰莖，另一只手將陰莖包皮向下，暴露龜頭，使尿道口張開，將導尿管緩慢插入，導尿管推進到尿道膜部時有抵抗感，此時注意動作輕柔，繼續(xù)向膀胱推進導尿管，即有尿液流出。雌性動物尿道外口在陰道前庭，導尿時于陰道前庭腹側將導尿管插入陰道外口，其后操作同雄性動物導尿術。
用導尿法導尿可采集到沒有污染的尿液。如果嚴格執(zhí)行無菌操作，可收集到無菌尿液。
（三）輸尿管插管采集尿液
一般用于要求計量單位時間內實驗動物排尿量的實驗。剖腹后，將膀胱牽拉至腹腔外，暴露膀胱底兩側的輸尿管。在兩側輸尿管近膀胱處用線分別結扎，于輸尿管結扎處上方剪一小口，向腎臟方向分別插入充滿生理鹽水的插管，用線結扎固定插管，即可見尿液從插管滴出，可以收集。采尿過程中要用38℃熱生理鹽水紗布遮蓋切口及膀胱。
（四）壓迫膀胱采集尿液
實驗人員用手在實驗動物下腹部加壓，手法既輕柔又有力。當增加的壓力使實驗動物膀胱括約肌松弛時，尿液會自動流出，即行收集。
（五）穿刺膀胱采集尿液
實驗動物麻醉固定后，剪去下腹部恥骨聯(lián)合之上，腹正中線兩側的被毛，消毒后用注射針頭接注射器穿刺。取鈍角進針，針頭穿過皮膚后稍微改變角度，以避免穿刺后漏尿，然后刺向膀胱方向，邊緩慢進針邊回抽，直到抽到尿液為止。
（六）剖腹采集尿液
按上述穿刺膀胱采集尿液法做術前準備，其皮膚準備范圍應更大。剖腹暴露膀胱，直視下穿刺膀胱抽取尿液。也可于穿刺前用無齒鑷夾住部分膀胱壁，從鑷子下方的膀胱壁進針抽尿。
（七）提鼠采集尿液（即反射排尿法）
鼠類被人抓住尾巴提起即出現(xiàn)排尿反射，以小鼠的這種反射zui明顯?？梢岳眠@一反射收集尿液。當鼠類被提起尾巴排尿后，尿滴掛在尿道外口附近的被毛上，不會馬上流走，操作人員應迅速用吸管或玻璃管接住尿滴。
（八）膀胱插管法
腹部手術同輸尿管插管。將膀胱翻出腹外后，用絲線結扎膀胱頸部，阻斷它同尿道的通路。然后在膀胱頂部避開血管剪一小口，插入膀胱漏斗，用絲線做以荷包縫合固定。漏斗正對著輸尿管的入口處。注意不要緊貼膀胱后壁而堵塞輸尿管。下端接橡皮管插入帶刻度的容器內以收集尿液。
三、胸水和腹水的采集
（一）胸水的采集
主要采用胸腔穿刺法收集實驗動物的胸水，也可處死實驗動物剖開胸腔采集胸水。
1、穿刺點定位
于實驗動物腋后線第11～12肋間隙穿刺，穿刺針緊貼肋骨上緣，否則容易損傷肋間神經。也可在胸壁近胸骨左側緣第4～5肋間隙穿刺。
2、穿刺方法
收集胸水常采用穿刺法。如果實驗不要求動物繼續(xù)存活，也可用處死動物剖胸取胸水。穿刺部位在動物脊側腋后線胸壁第11～12肋間隙穿刺較安全。此部位是肺zui下界之外側，既可避免損傷肺組織造成氣胸，又易采集在隔肋竇的胸水。此外，也可在腹側胸壁近胸骨左側緣第4～5肋間隙穿刺。如果有條件在穿刺針頭與注射器之間連一個三通管，但應注意正確運用三通管。
實驗動物取立位或半臥位固定，局部皮膚去毛、消毒、麻醉，穿刺針頭與注射器之間接三通連接裝置，實驗人員以左手拇指、食指繃緊局部皮膚，右手用帶夾的橡皮管套上12～14號針頭，沿肋骨前緣小心地垂直刺入（緊靠肋骨下緣處垂直進針），穿刺肋間肌時產生一定阻力，當阻力消失有落空感時，說明已刺入胸膜腔，用左手固定穿刺針，打開三通連接裝置，緩慢抽取胸水。穿刺結束迅速拔出針頭，輕揉穿刺部位，促進針孔閉合并注意消毒。
操作中嚴防空氣進入胸腔，始終保持胸腔負壓。穿刺應用手控制針頭的深度，以防穿刺過深刺傷肺臟。
（二）腹水的采集
1、抽取狗等大動物腹水，讓狗按自然站立位固定，穿刺部位在恥骨前緣與臍之間，腹中線兩側。剪毛消毒，局部浸潤麻醉。操作者左手姆、食指緊繃穿刺部位的皮膚，右手控制穿刺深度做垂直穿刺。注意不可刺的太深，以免刺傷內臟。穿刺針進入腹腔后，腹水多時可見因腹壓高而自動流出。腹水太少可輕輕回抽，并同時稍稍轉動一下針頭，一旦有腹水流出，立即固定好針頭及注射器的位置連續(xù)抽取。
2、抽取大鼠、小鼠的腹水方法簡單，用左手拇指及食指捏住動物頸部皮膚，無名指、小手指及手掌夾住其尾巴固定好動物，使其腹部略朝上，在腹股溝和腹中線之間，消毒皮膚，用8號針頭刺入腹腔，如腹壓高腹水自然流出，如腹水太少，可借助注射器抽取。
抽腹水時注意不可速度太快，腹水多時不要一次大量抽出，以免因腹壓突然下降導致動物出現(xiàn)循環(huán)功能障礙等問題。
四、分泌液的采集
（一）陰道分泌物的采集
適于觀察陰道角質化上皮細胞。
1、滴管沖洗法
用消毒滴管吸取少量生理鹽水仔細、反復沖洗被檢雌性動物陰道，將沖洗液吸出滴在載波片上晾干后染色鏡檢。也可直接將沖洗液置于低倍顯微鏡下觀察，根據細胞類型變化鑒別實驗動物動情周期中的不同時期。
2、棉拭子法
用消毒棉拭子旋轉插入動物陰道內，然后在陰道內輕輕轉動幾下后取出，即可進行涂片鏡檢。有的動物如大、小鼠等，陰道液較少，取其陰道液時，可用先浸濕后又擠盡無菌生理鹽水的棉拭子取陰道液，這種棉拭子比干棉拭子容易插入陰道。對體型較大的實驗動物，也可先按摩或刺激其陰部，而后再采集其陰道液。
3、刮取法
用光滑的玻璃小勺或牛角制的小刮片慢慢插入陰道內，在陰道壁輕輕刮取一點陰道內含物，進行涂片鏡檢。
（二）精液（semen）的采集
1、人工陰道套采精液法
本法適用于犬、豬、羊等大動物，采用特制的人工陰道套套在實驗動物陰莖上采集精液。采精時，一手捏住陰道套，套住雄性動物的陰莖，以*套住雄性動物的陰莖為佳，插入陰道套后，若實驗動物發(fā)出低叫聲，表明已經射精。此時可取下陰道套，拆下采精瓶，取出精液，迅速做有關檢查。
2、陰道栓采精法
本法是將陰道栓涂片染色，鏡檢凝固的精液。陰道栓是雄性大、小鼠的精液和雌性陰道分泌物混合，在雌鼠陰道內凝結而成白色稍透明、圓錐形的栓狀物，一般交配后2～4小時即可在雌鼠陰道口形成，并可在陰道停留12～24小時。
3、其他采精液法
將發(fā)情的雌性動物放在雄性動物一起，當雄性動物被刺激發(fā)情后，立即將雄性動物分開，再用人工法刺激其射精。也可按摩雄性動物的生殖器或用電流等物理方法刺激雄性動物的陰莖或其他性敏感區(qū)，使雄性動物被刺激發(fā)情，直至射精，用采精瓶采集射出的精液。
（三）乳汁的采集
用按摩擠奶收集乳汁的方法適合犬、豬、羊等大動物乳汁的采集。選用哺乳期的實驗動物，在早上采集乳汁量zui多，用手指輕輕按摩實驗動物乳頭，使乳汁自然流出，如乳汁不能自然流出，可張開手掌從乳房基底部朝乳頭方向按摩、擠壓整個乳房，即可擠出乳汁。
五、消化液的采集
（一） 唾液
1、直接抽取法
在急性實驗中，可用吸管直接插入動物口腔或唾液腺導管抽吸唾液，此法非常簡單，但從口腔抽吸唾液會有雜質混入。
2、腮腺瘺法
在慢性實驗中，收集狗的唾液，要用外科手術方法將腮腺導管開口移向體外，即以腮腺導管為中心，切成一直徑約2～3cm的圓形粘膜片，將此粘膜片，與周圍組織分開，穿過皮膚切口引到頰外，將帶有導管開口的粘膜片與周圍的皮膚縫合，腮腺分泌的唾液就流出頰外。這種方法可以收集到較純凈的唾液。
（二）胃液
1、直接收集胃液法
急性實驗時，先將動物麻醉，將插胃管經口插入胃內，在灌胃管的出口連一注射器，用此注射器可收集到胃液，此法適用于狗等大型動物。如是大鼠，需手術剖腹，從幽門端向胃內插入一塑料管，再由口腔經食道將一塑料管插入前胃，用pH7.5、35℃左右的生理鹽水，以12ml/h的流速灌胃，收集流出液，進行分析。
2、制備胃瘺法
在慢性實驗中，收集胃液多用胃瘺法，如全胃瘺法、巴氏小胃瘺法、海氏小胃瘺法等。制備小胃是將動物的胃分離出一小部分，縫合起來形成小胃，主胃與小胃互不相通，主胃進行正常消化，從小胃可收集到純凈的胃液。應用該法，可以待動物恢復健康后，在動物清醒狀態(tài)下反復采集胃液。
（三）胰液和膽汁
在動物實驗中，主要是通過對胰總管和膽總管的插管而獲得胰液或膽汁。狗的胰總管開口于十二指腸降部，在緊靠腸壁處切開胰管，結扎固定并與導管相連，即可見無色的胰液流入導管。大鼠的胰管與膽管匯集于一個總管，在其入腸處插管固定，并在近肝門處結扎和另行插管，可分別收集到胰液和膽汁。有時也可通過制備胰瘺和膽囊瘺來獲得胰液和膽汁。
六、腦脊液的采集
（一）狗、兔腦脊液的采集通常采取脊髓穿刺法
穿刺部位在兩髂連線中點稍下方第七腰椎間隙。動物輕度麻醉后，側臥位固定，使頭部及尾部向腰部盡量彎曲，剪去第七腰椎周圍的被毛。消毒后操作者在動物背部用左手姆、食指固定穿刺部位的皮膚，右手持腰穿刺針垂直刺入，當有落空感及動物的后肢跳動時，表明針已達椎管內（蛛網膜下腔），抽去針芯，即見腦脊液流出。如果無腦脊液流出，可能是沒有刺破蛛網膜。輕輕調節(jié)進針方向及角度，如果腦脊液流的太快，插入針芯稍加阻塞，以免導致顱內壓突然下降而形成腦疝。
（二）大鼠腦脊液的采集可采用枕大孔直接穿刺法
在大鼠麻醉后，頭部固定于定向儀上。頭頸部剪毛、消毒，用手術刀沿縱軸切一縱行切口（約2cm）用剪刀鈍性分離頸部背側肌肉。為避免出血，zui深層附著在骨上的肌肉用手術刀背刮開，暴露出枕骨大孔。由枕骨大孔進針直接抽取腦脊液。抽取完畢逢好外層肌肉、皮膚。刀口處可撒些磺胺藥粉，防止感染。采完腦脊液后，應注入等量的消毒生理鹽水，以保持原來腦脊髓腔的壓力。
七、骨髓的采集
1、大鼠、小鼠骨髓的采集
用頸椎脫臼法處死動物，剝離出胸骨或股骨，用注射器吸取少量的Hank平衡鹽溶液，沖洗出胸骨或股骨中全部骨髓液。如果是取少量的骨髓作檢查，可將胸骨或股骨剪斷，將其斷面的骨髓擠在有稀釋液的玻片上，混勻后涂片涼干即可染色檢查。
2、大動物骨髓的采集
狗等大動物骨髓的采集可采取活體穿刺方法。先將動物麻醉、固定、局部除毛、消毒皮膚，然后估計好皮膚到骨髓的距離，把骨髓穿刺針的長度固定好。操作人員用左手把穿刺點周圍的皮膚繃緊，右手將穿刺針在穿刺點垂直刺入，穿入固定后，輕輕左右旋轉將穿刺針鉆入，當穿刺針進入骨髓腔時常有落空感。狗骨髓的采集，一般采用髂骨穿刺。狗等大動物常用的骨髓穿刺點：胸骨：穿刺部位是胸骨體與胸骨柄連接處。肋骨：穿刺部位是第5～7肋骨各點的中點。脛骨：穿刺部位是股骨內側、靠下端的凹面處。如果穿刺采用的是肋骨，穿刺結束后要用膠布封貼穿刺孔，防止發(fā)生氣胸。